Сканирующая ион-проводящая микроскопия: принцип работы и преимущества для медико-биологических исследований

Исследование медико-биологических объектов ставит принципиально новые задачи перед методами сканирующей зондовой микроскопии, поскольку для оценки живых систем метод должен быть не только высокоразрешающим, но и высокоскоростным, позволяющим проводить длительные динамические наблюдения в максимально физиологичной среде с минимальным механическим воздействием на клетки. Целью работы было показать ряд ограничений метода атомно-силовой микроскопии в исследовании медико-биологических объектов, рассмотреть принцип работы метода сканирующей ион-проводящей микроскопии, режимы сканирования с получением динамических сканов и метод оценки ригидности клеток без прямого контакта зонда (нанопипетки) с образцом (клеткой). Описаны основные преимущества метода сканирующей ион-проводящей микроскопии в медико-биологических исследованиях и конструкционные особенности микроскопа, позволяющие реализовать эти преимущества. Приведён пример живых клеток (эндотелиоцитов сосудов и буккального эпителиоцита), отсканированных методом сканирующей ион-проводящей микроскопии с предоставлением карт распределения ригидности поверхности клеток.

1. Чижик С.А., Сыроежкин С.В. Методы сканирующей зондовой микроскопии в микро и наномеханике // Приборы и методы измерений. – 2010. – № 1(1). – С. 85-94.

2. Сканирующая зондовая микроскопия как главный инструмент бионаноскопии / И.В. Яминский, П.В. Горелкин, А.С. Ерофеев [и др.] // Медицина и высокие технологии. – 2014. – № 2. – С. 11-26.

3. Быков В., Поляков В. Новые решения для материаловедения, комплексного исследования и контроля материалов и структур с высоким пространственным разрешением // Наноиндустрия. – 2017. – № 2(72). – С. 58-72.

4. Плескова С.Н. Атомно-силовая микроскопия в биологических и медицинских исследованиях. – Долгопрудный : Интеллект, 2011. – 183 с.

5. Варфоломеев С.Д., Гуревич К.Г. Биокинетика: практ. курс. – М.: Фаир-пресс, 1999. – 720 с.

6. Бегун П.И., Афонин П.Н. Моделирование в биомеханике. – М.: Высшая школа, 2004. – 390 с.

7. Cheirdaris DG. Force Spectroscopy in Mechanical Protein Domains Unfolding. Adv Exp Med Biol. 2021;1339:187-193. DOI: 10.1007/978-3-030-78787-5_24

8. Wijesinghe WCB, Min D. Single-Molecule Force Spectroscopy of Membrane Protein Folding. J Mol Biol. 2023;435(11):167975. DOI: 10.1016/j.jmb.2023.167975

9. Филькенштейн А.В., Птицын О.Б. Физика белка. – М.: Книжный дом «Университет», 2002. – 376 с.

10. Taniguchi Y, Kobayashi A, Kawakami M. Mechanical unfolding studies of protein molecules. Biophysics (Nagoya-shi). 2012;8:51-58. DOI: 10.2142/biophysics.8.51

11. Pleskova S.N. [et al.]. Conditioning adhesive contacts between the neutrophils and the endotheliocytes by Staphylococcus aureus. Journal of Molecular Recognition. 2020;33(9):e2846. DOI: 10.1002/jmr.2846

12. Pleskova S.N. [et al.]. S. aureus and E. coli change the force and work of adhesion between Pand E-selectins of endothelial cells and ligands of neutrophil granulocytes. Micron. 2021;150:103139. DOI: 10.1016/j.micron.2021.103139

13. Pleskova S.N. [et al.]. Staphyloccocus aureus Cause Arrest of Neutrophils in Bloodstream in a Septicemia Model. Microorganisms. 2022;10:1696. DOI: 10.3390/microorganisms10091696

14. Pleskova S.N. [et al.]. Pathogenic Escherichia coli change the adhesion between neutrophils and endotheliocytes in the experimental bacteremia model. Microbial Cell. 2024;11(1):254-264. DOI: 10.15698/mic2024.07.830

15. Kato K., Adachi K. Wear of advanced ceramics. Wear. 2002;253(11-12):1097-1104. DOI: 10.1016/S0043-1648(02)00240-5

16. Hansma PK, Schitter G, Fantner GE, Prater CB. High-speed atomic force microscopy. Science. 2006;314(5799):601-602. DOI: 10.1126/science.1133497

17. Pleskova S.N., Aybeke E.N., Pudovkina E.N., Bourillot E., Lesniewska E. The study of monocytes and their submembrane structures by atomic force microscopy. Journal of Biological Physics and Chemistry. 2012;12:168-173. DOI: 10.4024/25PL12L.jbpc.12.04

18. Chen C-C, Zhou Y, Baker LA. Scanning ion conductance microscopy. Annu Rev Anal Chem. 2012;5:207228. DOI: 10.1146/annurev-anchem-062011-143203

19. Page A, Perry D, Unwin PR. Multifunctional scanning ion conductance microscopy. Proc Math Phys Eng Sci. 2017;473(2200):20160889. DOI: 10.1098/rspa.2016.0889

20. Стовпяга А.В., Сапожников И.Д., Голубок А.О. Сканирующий микроскоп ионной проводимости с одновременной визуализацией поверхности образца в полуконтактной силовой моде // Научное приборостроение. – 2012. – Т. 22, № 3. – С. 36-45.

21. Hansma PK, Drake B, Marti O, Gould SA, Prater CB. The scanning ion-conductance microscope. Science. 1989;243:641-643. DOI: 10.1126/science.2464851

22. Novak P. [et al.]. Nanoscale live-cell imaging using hopping probe ion conductance microscopy. Nat Methods. 2009;6:279-281.

23. Жуков М.В. Многомодовый сканирующий микроскоп ионной проводимости с системой пьезоинерциального перемещения / М.В. Жуков [и др.] // Научное приборостроение. – 2022. – Т. 32, № 4. – С. 68-87.

24. Edwards MA, Williams CG, Whitworth AL, Unwin PR. Scanning Ion Conductance Microscopy: a Model for Experimentally Realistic Conditions and Image Interpretation. Anal Chem. 2009;81:4482-4492. DOI: 10.1021/ac900376w

25. Шергин Д.А. Новейшие достижения в области сканирующей ион-проводящей микроскопии и нанокапиллярных систем для анализа единичных клеток в физиологических условиях / Д.А. Шергин [и др.] // Вестник Московского университета. Серия 3. Физика. Астрономия. – 2023. – Т. 78, № 6. – С. 2360701.

26. Pellegrino M. [et al.] Weak hydrostatic forces in far-scanning ion conductance microscopy used to guide neuronal growth cones. Neurosci Res. 2011;69:234-240. DOI: 10.1016/j.neures.2010.12.006

27. Clarke RW. [et al.]. Low Stress Ion Conductance Microscopy of Sub-Cellular Stiffness. Soft Matter. 2016;12:7953-7958. DOI: 10.1039/C6SM01106C

28. Lesniewska E, Bourillot E, Carriou D, Pleskova S. The study of living and fixing buccal epitheliocytes morphology by atomic force microscopy. In: Méndez-Vilas A, editor. Current Microscopy Contributions to Advances in Science and Technology. Formatex. 2012;561-568.

29. Kiseleva D. [et al.]. Effect of LDL Extracted from Human Plasma on Membrane Stiffness in Living Endothelial Cells and Macrophages via Scanning Ion Conductance Microscopy. Cells. 2024;13(4):358. DOI: 10.3390/cells13040358

30. Nadappuram BP, McKelvey K, Al Botros R, Colburn AW, Unwin PR. Fabrication and characterization of dual function nanoscale pH-scanning ion conductance microscopy (SICM) probes for high resolution pH mapping. Anal Chem. 2013;85(17):8070-4. DOI: 10.1021/ac401883n

31. Sandech N. [et al.]. Benja-ummarit induces ferroptosis with cell ballooning feature through ROS and iron-dependent pathway in hepatocellular carcinoma. J Ethnopharmacol. 2024;335:118672. DOI: 10.1016/j.jep.2024.118672

32. Pleskova S.N. [et al.]. Changes in ROS/RNS Levels in Endothelial Cells in Experimental Bacteremia. Chembiochem. 2024;25(18):e202400341. DOI: 10.1002/cbic.202400341